一、GST pull-down實驗：

將靶蛋白-GST融合蛋白親和固化在谷胱甘肽親和樹脂上，作為與目的蛋白親和的支撐物，充當一種“誘餌蛋白”，目的蛋白溶液過柱，可從中捕獲與之相互作用的“捕獲蛋白”(目的蛋白)，洗脫結合物后通過SDS-PAGE電泳分析，從而證實兩種蛋白間的相互作用或篩選相應的目的蛋白，“誘餌蛋白”和“捕獲蛋白”均可通過細胞裂解物、純化的蛋白、表達系統以及體外轉錄翻譯系統等方法獲得。此方法簡單易行，操作方便。注：GST即谷胱甘肽巰基轉移酶(glutathione S-transferase)

二、足印法（Footprinting）：

用來測定DNA-蛋白質專一性結合的方法，用于檢測目的DNA序列與特定蛋白質的結合，也可展示蛋白質因子同特定片段之間的結合。其原理為：DNA和蛋白質結合后，DNA與蛋白的結合區域不能被DNase（脫氧核糖核酸酶）分解，在對目的DNA序列進行檢測時便出現了一段無DNA序列的空白區(即蛋白質結合區)，從而了解與蛋白質結合部位的核苷酸數目及其核苷酸序列。

三、染色質免疫共沉淀技術（Chromatin Immunoprecipitation，ChIP）：

研究體內蛋白質與DNA相互作用的有力工具，利用該技術不僅可以檢測體內反式因子與DNA的動態作用，還可以用來研究組蛋白的各種共價修飾以及轉錄因子與基因表達的關系。

其原理是：在生理狀態下把細胞內的DNA與蛋白質交聯在一起，通過超聲或酶處理將染色質切為小片段后，利用抗原抗體的特異性識別 反應，將與目的蛋白相結合的片段沉淀下來。染色質免疫沉淀技術一般包括細胞固定，染色質斷裂，染色質免疫沉淀，交聯反應的逆轉，DNA的純化及鑒定。

四、基因芯片（又稱生物芯片）技術：

指將大量探針分子固定于支持物上后與標記的樣品分子進行雜交，通過檢測每個探針分子的雜交信號強度進而獲取樣品分子的數量和序列信息。通俗地說，就是通過微加工技術 ，將數以萬計、乃至百萬計的特定序列的片段（基因探針），有規律地排列固定于2cm²的硅片、玻片等支持物上，構成的一個二維DNA探針陣列，被稱為基因芯片。基因芯片主要用于基因檢測工作。

原理是雜交測序方法，即通過與一組已知序列的核酸探針雜交進行核酸序列測定的方法，在一塊基片表面固定了序列已知的八核苷酸的探針。當溶液中帶有熒光標記的核酸序列TATGCAATCTAG，與基因芯片上對應位置的核酸探針產生互補匹配時，通過確定熒光強度最強的探針位置，獲得一組序列完全互補的探針序列。據此可重組出靶核酸的序列。

五、高效液相色譜（HPLC）：

在經典色譜法的基礎上，引用了氣相色譜的理論，在技術上，流動相改為高壓輸送；色譜柱是以特殊的方法用小粒徑的填料填充而成，從而使柱效大大高于經典液相色譜（每米塔板數可達幾萬或幾十萬）；同時柱后連有高靈敏度的檢測器，可對流出物進行連續檢測。

高壓泵將貯液罐的流動相經進樣器送入色譜柱中，然后從檢測器的出口流出，這時整個系統就被流動相充滿。當欲分離樣品從進樣器進入時，流經進樣器的流動相將其帶入色譜柱中進行分離，分離后不同組分依先后順序進入檢測器，記錄儀將進入檢測器的信號記錄下來，得到液相色譜圖。

六、噬菌體展示技術：

將外源蛋白或多肽的DNA序列插入到噬菌體外殼蛋白結構基因的適當位置，使外源基因隨外殼蛋白的表達而表達，同時，外源蛋白隨噬菌體的重新組裝而展示到噬菌體表面的生物技術。

噬菌體展示技術是將多肽或蛋白質的編碼基因或目的基因片段克隆入噬菌體外殼蛋白結構基因的適當位置，在閱讀框正確且不影響其他外殼蛋白正常功能的情況下，使外源多肽或蛋白與外殼蛋白融合表達，融合蛋白隨子代噬菌體的重新組裝而展示在噬菌體表面。被展示的多肽或蛋白可以保持相對獨立的空間結構和生物活性，以利于靶分子的識別和結合。肽庫與固相上的靶蛋白分子經過一定時間孵育后，洗去未結合的游離噬菌體，然后以競爭受體或酸洗脫下與靶分子結合吸附的噬菌體，洗脫的噬菌體感染宿主細胞后經繁殖擴增，進行下一輪洗脫，經過3輪～5輪的“吸附-洗脫-擴增”后，與靶分子特異結合的噬菌體得到高度富集。所得的噬菌體制劑可用來做進一步富集有期望結合特性的目標噬菌體。

七、RNA提取（Trizol法）：

Trizol試劑中的主要成分為異硫氰酸胍和苯酚，異硫氰酸胍可裂解細胞，促使核蛋白體的解離，使RNA與蛋白質分離，并將RNA釋放到溶液中。當加入氯仿時，它可抽提酸性的苯酚，而酸性苯酚可促使RNA進入水相，離心后可形成水相層和有機層，這樣RNA與仍留在有機相中的蛋白質和DNA分離開。水相層（無色）主要為RNA，有機層（黃色）主要為DNA和蛋白質。

八、RT-PCR：

將RNA的反轉錄（RT）和cDNA的聚合酶鏈式擴增（PCR）相結合的技術。首先經反轉錄酶的作用從RNA合成 cDNA，再以cDNA為模板，擴增合成目的片段。RT-PCR可以一步法或兩步法的形式進行。在兩步法RT-PCR中，每一步都在最佳條件下進行。

九、實時熒光定量PCR（Q—PCR）（Real-time Quantitative PCR）：

利用熒光信號的變化實時檢測PCR擴增反應中每一個循環擴增產物量的變化，通過Ct值和標準曲線的關系對起始模板進行定量分析。

閾值：是循環開始3～15個循環的熒光信號的標準偏差的10倍，設定在擴增曲線指數增長期。

C(t)值：熒光信號（擴增產物）到達閾值時所經過的擴增循環次數。

十、大腸桿菌感受態細胞（E。coli DH5α）制備：

1、前夜接種受體菌（DH5?或DH10B），挑取單菌落于LB培養基中37℃搖床培養到第二日（約16小時）；

2、取1ml已培養到第二日的培養物轉接于100ml LB培養基中，在37℃搖床上劇烈振蕩培養約2。5-3小時（250-300rpm）；

3、將0。1M CaCl2溶液置于冰上預冷；以下步驟需在超凈工作臺和冰上操作；

4、吸取1。5ml培養好的菌液至1。5ml離心管中，在冰上冷卻10分鐘；

5、4℃下3000 g冷凍離心5分鐘；

6、棄去上清，加入100微升預冷0。1M CaCl2溶液，用移液槍輕輕上下吸動打勻，使細胞重新懸浮，在冰放置20分鐘；

7 、4℃下3000 g冷凍離心5分鐘；

8 、棄去上清，加入100微升預冷0。1M CaCl2溶液，用移液槍輕輕上下吸動打勻，使細胞重新懸浮；

9 、細胞懸浮液可立即用于轉化實驗或添加冷凍保護劑（15% - 20%甘油）后超低溫冷凍貯存備用（－70℃）。

十一、堿變性提取質粒DNA：

基于染色體DNA與質粒DNA的變性與復性的差異而達到分離目的。在pH高達12。6的堿性條件下，染色體DNA的氫鍵斷裂，雙螺旋結構解開而變性。質粒DNA的大部分氫鍵也斷裂，但超螺旋共價閉合環狀的兩條互補鏈不會完全分離，當以pH4。8的NaAc高鹽緩沖液去調節其pH至中性時，變性的質粒DNA又恢復原來的構型，保存在溶液中，而染色體DNA不能復性而形成纏連的網狀結構，通過離心，染色體DNA與不穩定的大分子RNA、蛋白質-SDS復合物等一起沉淀下來而被除去。

十二、目的基因的連接、轉化及克隆篩選：

（1）分---PCR分離目的基因：PCR克隆、同源克隆、文庫篩選

（2）切---限制性內切酶切割：粘性末端、平末端

（3）接---目的基因與載體相連：利用DNA聚合酶反應時都有在PCR產物的3’末端添加一個或者幾個A堿基的特性和利用T載體3’末端的T堿基和PCR產物的A堿基互補配對，經連接酶作用，完成與載體的連接。

（4）轉---轉入宿主細胞

感受態細胞：經過電擊、CaCl2、RuCl等化學試劑處理后，細胞膜的通透性發生變化，成為能容許外源 DNA 分子通過時細胞的狀態。

（5）篩---篩選陽性重組體

十三、RNA干擾（RNAi）：

一些小的雙鏈RNA(siRNA)可以通過促使特定基因的mRNA降解來高效、特異的阻斷體內特定基因表達，誘使細胞表現出特定基因缺失的表型。

十四、cDNA 末端快速擴增 (rapid amplification of cDNA ends，RACE)技術：

基于mRNA反轉錄和 PCR技術建立起來的、以部分的已知區域序列為起點，擴增基因轉錄本的未知區域，從而獲得mRNA(cDNA)完整序列的方法。即從低豐度轉錄本中快速增長cDNA5’和cDNA3’末端，進而獲得獲得全長cDNA簡單而有效的方法，該方法具有快捷、方便、高效等優點，可同時獲得多個轉錄本。因此近年來RACE技術已逐漸取代了經典的cDNA文庫篩選技術，成為克隆全長cDNA序列的常用手段。